VIRUS DE LA CHORIOMÉNINGITE LYMPHOCYTAIRE

FICHE TECHNIQUE SANTÉ-SÉCURITÉ: AGENTS PATHOGÈNES

SECTION I – AGENT INFECTIEUX

NOM: Virus de la chorioméningite lymphocytaire⁽¹⁾.

SYNONYME OU RENVOI: VCML^(2-13), CML^(14-18), méningite lymphocytaire bénigne (ou grave)⁽¹⁴⁾, maladie d’Armstrong⁽¹⁵⁾.

CARACTÉRISTIQUES: Le VCML, qui appartient au genre Arenavirus de la famille des Arenaviridae^{(9, 15)}, est un virion enveloppé rond, ovale ou pléomorphe, d’un diamètre d’environ 110 à 130 nm, et dont le génome est constitué d’ARN monocaténaire en deux segments^{(6, 15)}. L’intérieur du virion contient des granules ressemblant à des grains de sable, qui sont caractéristiques de la famille des Arenaviridae, tandis que la surface porte des projections ayant la forme de bâtons de golf creux⁽¹⁵⁾.

SECTION II – DÉTERMINATION DU RISQUE

PATHOGÉNICITÉ ET TOXICITÉ: CML acquise (postnatale): L’infection à VCML chez les adultes immunocompétents peut être asymptomatique (près d’un tiers de toutes les infections^{(2, 8)}) ou être limitée à un syndrome viral aspécifique à résolution spontanée associé à des symptômes tels que de la fièvre, de la toux, un malaise, une myalgie, des céphalées, une photophobie, des nausées, des vomissements, une adénopathie et des maux de gorge^{(2, 8, 9, 15, 19)}. La maladie peut évoluer en méningite ou en méningo-encéphalite^{(6, 8, 14)} et produire des symptômes neurologiques moins répandus tels que la paralysie, la perte d’audition neurosensorielle^{(2, 6, 8)} et le syndrome de Guillain-Barré⁽⁸⁾. Les manifestations non neurologiques plus rares de la maladie sont la pancréatite⁽²⁾, l’orchite^{(2, 8)}, l’arthrite, la péricardite, la parotidite⁽⁸⁾, la pneumonite et les éruptions cutanées⁽²⁾. L’infection à VCML acquise est en général non mortelle, le taux de mortalité étant inférieur à 1 %; la guérison, même de la forme grave de la maladie, s’effectue la plupart du temps sans séquelles^{(5, 6, 14)}.

CML congénitale : L’infection à VCML peut produire une large gamme d’effets pathologiques dont la gravité varie selon le stade de développement du fœtus au moment de l’infection⁽¹²⁾. Dans certains cas, l’infection peut entraîner un avortement spontané^{(2, 9)}, une hydrocéphalie, une choriorétinite et un retard mental chez l’enfant⁽⁶⁾. Le taux de mortalité chez les nouveau-nés ayant reçu un diagnostic de CML congénitale est d’environ 35 %⁽¹⁶⁾. Parmi ceux qui survivent à l’infection à VCML congénitale, les deux tiers présentent des anomalies neurologiques chroniques telles qu’une microcéphalie, un retard mental, une paralysie cérébrale, des crises convulsives et une déficience visuelle^{(2, 8, 16)}.

CML associée à une greffe: Récemment, on a observé des cas d’infection à VCML chez des individus ayant reçu des greffes d’organes pleins provenant de donneurs dont le décès n’était apparemment pas lié à une étiologie infectieuse^{(7, 20)}. Ces cas ont tous été mortels, à l’exception d’un receveur qui a été traité par la ribavirine lorsqu’une infection à VCML a été soupçonnée.

ÉPIDÉMIOLOGIE: Le VCML, qui a été le premier virus du genre Arenavirus à être caractérisé, a été isolé en 1933 chez une femme dont on pensait qu’elle souffrait de l’encéphalite de St. Louis⁽¹⁾. À la différence des autres espèces du genre Arenavirus, dont la répartition géographique est limitée, le VCML est présent en Europe, dans les Amériques et en Asie, principalement dans les régions où les souris cohabitent avec les humains⁽¹⁵⁾. L’éclosion la plus importante, au cours de laquelle on a compté 181 cas d’infection mais aucun décès, est survenue aux États-Unis entre 1973 et 1974⁽¹⁹⁾. D’autres éclosions ont été enregistrées en Allemagne et en France⁽⁹⁾. Le nombre de cas de CML acquise est sous-estimé, car les personnes atteintes sont pour la plupart asymptomatiques et consultent rarement un médecin⁽¹²⁾. La plus grande sensibilisation à la maladie et l’amélioration des méthodes de détection pourraient expliquer la prévalence accrue que nous observons⁽⁶⁾. Environ 5 % des humains montrent des signes d’infection antérieure au VCML⁽⁵⁾. Depuis la caractérisation de la CML congénitale en 1955, on en a signalé 54 cas dans le monde entier^{(3, 6, 21)}, dont 63 % depuis 1993⁽⁶⁾. On ignore si le nombre réel de cas est considérablement plus élevé que ce chiffre, car seuls les cas les plus graves sont signalés⁽¹³⁾ et la CML congénitale peut produire une large gamme d’effets pathologiques de gravité variable⁽¹²⁾.

GAMME D’HÔTES: Humains^{(2-4, 6, 8, 9, 12-17)}, souris^{(2, 3, 6, 14, 15)}, hamsters^{(3, 4, 15, 17, 18)}, cobayes, porcs, rats, singes, chiens, lapins et poulets⁽¹⁷⁾.

DOSE INFECTIEUSE: Inconnue.

MODE DE TRANSMISSION: Les souris infectées in utero excrètent de manière asymptomatique le VCML dans les fèces, l’urine, la salive, le lait maternel et le sperme^{(2, 3, 8, 14, 15)} et transmettent le virus à l’humain (et aux autres rongeurs, comme les hamsters) par contact direct^{(2, 3)} avec une peau lésée⁽¹⁴⁾ ou les muqueuses^{(14, 15)}, par inhalation du virus en aérosol^{(2, 3, 8, 14)}, par ingestion d’aliments contaminés^{(8, 9, 14, 15)} ou de poussières contaminées^{(9, 14)}, par la morsure de rongeurs^{(8, 15)} ou par contact avec des fomites^{(2, 14)}. La transmission est également possible après la greffe d’un organe provenant d’un donneur infecté par le VCML^{(4, 7)}, et verticalement, de la mère au fœtus⁽³⁾.

PÉRIODE D’INCUBATION: Environ 8 à 13 jours^{(9, 14)} et 15 à 21 jours avant l’apparition du premier symptôme méningé^{(14, 15)}.

TRANSMISSIBILITÉ: Aucune preuve de transmission d’une personne à une autre⁽¹⁴⁾, à l’exception de la transmission verticale d’une mère infectée au fœtus durant la grossesse⁽³⁾ et de la greffe d’organes pleins provenant de donneurs infectés^{(4, 7)}.

SECTION III – DISSÉMINATION

RÉSERVOIR: Le principal réservoir est la souris commune (Mus musculus)^{(2, 5, 14-16)}, mais le hamster de Syrie pourrait en être un aussi⁽¹⁷⁾.

ZOONOSE: Oui, le VCML se propage principalement par contact avec des sécrétions/excrétions de rongeurs contaminés^{(2, 5, 14, 15, 18)}.

VECTEURS: La présence de VCML a été observée chez la puce, chez les moucherons du genre Culicoides, chez diverses espèces de moustiques du genre Aedes, chez la tique et chez la coquerelle, mais il est peu probable que les arthropodes jouent un rôle dans la transmission du virus⁽¹⁵⁾.

SECTION IV - VIABILITÉ ET STABILITÉ

SENSIBILITÉ AUX MÉDICAMENTS: Il a été démontré que la ribavirine inactive les arénavirus in vitro et pourrait atténuer les symptômes dans des conditions cliniques^{(5, 7, 21)}.

SENSIBILITÉ AUX DÉSINFECTANTS: L’eau de Javel (hypochlorite de sodium) et les autres désinfectants ménagers courants inactivent le VCML⁽¹¹⁾.

INACTIVATION PHYSIQUE: Le VCML est inactivé par les rayons UV⁽¹⁰⁾ et la chaleur (55 °C pendant au moins 20 minutes)⁽¹⁾.

SURVIE À L’EXTÉRIEUR DE L’HÔTE: Sauf s’il est conservé à -80 °C, le VCML est rapidement inactivé à l’extérieur de son hôte⁽⁹⁾. Le VCML conserve son infectiosité pendant au moins 206 jours s’il est conservé dans une solution saline à 0,85 % contenant 50 % de glycérine entre 4 et 10 °C⁽¹⁾.

SECTION V - PREMIERS SOINS ET ASPECTS MÉDICAUX

SURVEILLANCE: Rechercher les symptômes. La confirmation du diagnostic se fait par les moyens suivants: sérologie, ELISA^{(2-4, 8, 9, 15)}, RT-PCR^{(3, 4, 15)}, transfert de Western^{(9, 15)}, coloration immunohistochimique^{(4, 17)}, épreuves de neutralisation⁽¹⁷⁾, immunofluorescence^{(8, 9)} et culture virale à partir de sang ou de liquide céphalorachidien^{(4, 9)}. Le test de fixation du complément, qui est disponible partout, est jugé insensible et son utilisation n’est plus recommandée^{(6, 8)}.

Remarque: Les méthodes diagnostiques ne sont pas nécessairement toutes disponibles dans tous les pays.

PREMIERS SOINS ET TRAITEMENT: Il s’agit en général d’un traitement de soutien qui vise à atténuer les symptômes^{(12, 15)}. La ribavirine est efficace in vitro, et pourrait l’être aussi dans le traitement de la CML ^{(5, 7, 21)}.

IMMUNISATION: Aucune⁽¹⁴⁾.

PROPHYLAXIE: Aucune.

SECTION VI - DANGERS POUR LE PERSONNEL DE LABORATOIRE

INFECTIONS CONTRACTÉES AU LABORATOIRE: L’infection à VCML est un risque professionnel bien connu pour les personnes travaillant avec les rongeurs, en particulier les hamsters et les souris. Jusqu’à 1978, 76 cas ont été déclarés⁽²²⁾, dont 3 éclosions entre 1973 et 1975 chez des techniciens de laboratoire qui avaient manipulé des hamsters auxquels avaient été greffées des tumeurs contenant le VCML^{(18, 19)}. Depuis, d’autres cas ont été signalés, notamment lors d’une éclosion associée à des souris nude, dans laquelle on a constaté que 9 % des 82 préposés aux soins des animaux étaient séropositifs à l’égard du VCML⁽²³⁾.

SOURCES ET ÉCHANTILLONS: Sang^{(1, 14, 18)}, liquide céphalorachidien^{(1, 8, 14, 18)}, urine^{(1, 17, 18)}, tumeurs transplantables^{(15, 18)}, sécrétions du nasopharynx^{(8, 14, 15, 18)}, fèces^{(8, 14, 15)} et tissus infectés d’origine animale et humaine⁽⁵⁾.

DANGERS PRIMAIRES: Aérosols⁽⁵⁾ et contact direct des muqueuses avec le virus^{(14, 15)}.

DANGERS PARTICULIERS: Les lignées tumorales transplantables représentent un danger^{(14, 15)}.

SECTION VII - CONTRÔLE DE L’EXPOSITION ET PROTECTION PERSONNELLE

CLASSIFICATION DU GROUPE DE RISQUE: Groupe de risque 3 ⁽²⁴⁾. Le groupe de risque correspond au genre dans son ensemble et peut ne pas s’appliquer à toutes les espèces du genre.

EXIGENCES DE CONFINEMENT : Installations, équipement et pratiques opérationnelles de niveau de confinement 3 pour le travail avec des matières, cultures ou animaux infectieux ou potentiellement infectieux. Ces exigences de confinement s’appliquent au genre dans son ensemble et peuvent ne pas s’appliquer à chaque espèce du genre.

VÊTEMENTS DE PROTECTION : Avant d’entrer dans le laboratoire, le personnel doit enlever sa tenue de ville et ses bijoux pour ensuite mettre des vêtements et des chaussures réservés aux travaux en laboratoire, ou mettre un vêtement protecteur complet (c’est-à-dire qui couvre entièrement la tenue de ville). Une protection supplémentaire peut être portée par-dessus les vêtements de laboratoire lors de la manipulation directe de matériel infectieux, comme une blouse ne s'ouvrant pas à l'avant avec poignets serrés, des gants et une protection respiratoire. Une protection pour les yeux doit être utilisée lorsqu’il y a un risque connu ou potentiel d’éclaboussure ⁽²⁵⁾.

AUTRES PRÉCAUTIONS : Toutes les activités avec du matériel infectieux doivent s’effectuer dans une enceinte de sécurité biologique (ESB) ou dans un autre dispositif de confinement primaire adéquat, avec un équipement de protection individuelle. La centrifugation des matières infectées doit s’effectuer dans des enceintes scellées placées dans des réservoirs hermétiques ou des rotors qui sont remplis et vidés dans une ESB. L’utilisation d’aiguilles, de seringues et d’autres objets tranchants doit être strictement restreinte. Les plaies ouvertes, les coupures et les éraflures doivent être couvertes avec des pansements imperméables. Des précautions supplémentaires doivent être envisagées pour les activités avec des animaux ou à grande échelle⁽²⁵⁾.

SECTION VIII - MANUTENTION ET ENTREPOSAGE

DÉVERSEMENTS: Laisser les aérosols se déposer et, tout en portant des vêtements de protection, couvrir délicatement le déversement avec des essuie-tout et appliquer un désinfectant approprié, en commençant par le périmètre et en se rapprochant du centre. Laisser agir suffisamment longtemps avant de nettoyer.

ÉLIMINATION: Avant la mise au rebut, décontaminer tout le matériel par stérilisation à la vapeur, désinfection chimique ou incinération.

ENTREPOSAGE: Dans des contenants scellés étiquetés de façon appropriée.

SECTION IX - RENSEIGNEMENTS SUR LA RÉGLEMENTATION ET AUTRES

INFORMATION SUR LA RÉGLEMENTATION: L’importation, le transport et l’utilisation de pathogènes au Canada sont régis par de nombreux organismes de réglementation, dont l’Agence de la santé publique du Canada, Santé Canada, l’Agence canadienne d’inspection des aliments, Environnement Canada et Transports Canada. Il incombe aux utilisateurs de veiller à respecter tous les règlements et toutes les lois, directives et normes applicables.

DERNIÈRE MISE À JOUR: Septembre 2011

PRÉPARÉE PAR: Direction de la règlementation des agents pathogènes, agence de la santé publique du Canada.

Bien que les renseignements, opinions et recommandations présentés dans cette Fiche de renseignements proviennent de sources que nous jugeons fiables, nous ne nous rendons pas responsables de leur justesse, de leur caractère exhaustif ou de leur fiabilité, ni des pertes ou blessures pouvant résulter de l’utilisation de ces renseignements. Comme on découvre fréquemment de nouveaux dangers, il est possible que ces renseignements ne soient pas tout à fait à jour.

Tous droits réservés

© Agence de la santé publique du Canada, 2011

Canada

RÉFÉRENCES:

1. Armstrong, C., & Lillie, R. D. (1934). Experimental lymphocytic choriomeningitis of monkeys and mice produced by a virus encountered in studies of the 1933 St. Louis encephalitis epidemic. Pub. Health Rep., 49, 1019-1027.
   
   
2. Barton, L. L., & Mets, M. B. (2001). Congenital lymphocytic choriomeningitis virus infection: Decade of rediscovery. Clinical Infectious Diseases, 33(3), 370-374.
   
   
3. Barton, L. L., Mets, M. B., & Beauchamp, C. L. (2002). Lymphocytic choriomeningitis virus: emerging fetal teratogen. American Journal of Obstetrics and Gynecology, 187(6), 1715-1716.
   
   
4. Center for Disease Control and Prevention. (2005). Lymphocytic Choriomeningitis Virus Infection in Organ Transplant Recipients-Massachusetts, Rhode Island. MMWR, 54, 537.
   
   
5. Peters, C. J. (2006). Lymphocytic choriomeningitis virus - An old enemy up to new tricks. New England Journal of Medicine, 354(21), 2208-2211.
   
   
6. Jamieson, D. J., Kourtis, A. P., Bell, M., & Rasmussen, S. A. (2006). Lymphocytic choriomeningitis virus: An emerging obstetric pathogen? American Journal of Obstetrics and Gynecology, 194(6), 1532-1536.
   
   
7. Fischer, S. A., Graham, M. B., Kuehnert, M. J., Kotton, C. N., Srinivasan, A., Marty, F. M., Comer, J. A., Guarner, J., Paddock, C. D., DeMeo, D. L., Shieh, W. -., Erickson, B. R., Bandy, U., DeMaria Jr., A., Davis, J. P., Delmonico, F. L., Pavlin, B., Likos, A., Vincent, M. J., Sealy, T. K., Goldsmith, C. S., Jernigan, D. B., Rollin, P. E., Packard, M. M., Patel, M., Rowland, C., Helfand, R. F., Nichol, S. T., Fishman, J. A., Ksiazek, T., & Zaki, S. R. (2006). Transmission of lymphocytic choriomeningitis virus by organ transplantation. New England Journal of Medicine, 354(21), 2235-2249.
   
   
8. Barton, L. L., & Mets, M. B. (1999). Lymphocytic choriomeningitis virus: pediatric pathogen and fetal teratogen. The Pediatric Infectious Disease Journal, 18(6), 540-541.
   
   
9. Rousseau, M. C., Saron, M. F., Brouqui, P., & Bourgeade, A. (1997). Lymphocytic choriomeningitis virus in southern France: Four case reports and a review of the literature. European Journal of Epidemiology, 13(7), 817-823.
   
   
10. Gairin, J. E., Joly, E., & Oldstone, M. B. A. (1991). Persistent infection with lymphocytic choriomeningitis virus enhances expression of MHC class I glycoprotein on cultured mouse brain endothelial cells. Journal of Immunology, 146(11), 3953-3957.
    
    
11. Centers for Disease Control and Prevention. (2005). Update: Interim Guidance for Minimizing Risk for Human Lymphocytic Choriomeningitis Virus Associated with Pet Rodents. MMWR, 54, 799.
    
    
12. Bonthius, D. J., Wright, R., Tseng, B., Barton, L., Marco, E., Karacay, B., & Larsen, P. D. (2007). Congenital lymphocytic choriomeningitis virus infection: Spectrum of disease. Annals of Neurology, 62(4), 347-355.
    
    
13. Bonthius, D. J., & Perlman, S. (2007). Congenital viral infections of the brain: Lessons learned from lymphocytic choriomeningitis virus in the neonatal rat. PLoS Pathogens, 3(11), 1541-1550.
    
    
14. Control of Communicable Diseases Manual: An Official Report of the American Public Health Association. (2004). In D. L. Heymann (Ed.), (18th ed., pp. pp. 321-322). Washington, D.C.: American Public Health Association.
    
    
15. Acha, P. N., & Szyfres, B. (2003). In Pan American Health Organization (Ed.), Zoonoses and Communicable Diseases Common to Man and Animals (3rd ed.). Washington DC: PAHO HQ library.
    
    
16. Wright, R., Johnson, D., Neumann, M., Ksiazek, T. G., Rollin, P., Keech, R. V., Bonthius, D. J., Hitchon, P., Grose, C. F., Bell, W. E., & Bale Jr., J. F. (1997). Congenital lymphocytic choriomeningitis virus syndrome: a disease that mimics congenital toxoplasmosis or Cytomegalovirus infection. Pediatrics, 100(1)
    
    
17. Parker, J. C., Igel, H. J., Reynolds, R. K., Lewis, A. M., & Rowe, W. P. (1967). Lymphocytic choriomeningitis virus infection in foetal, newborn, and young adult Syrian hamsters. Infection and Immunity, 13(3), 967-981.
    
    
18. Bowen, G. S., Calisher, C. H., & Winkler, W. G. (1975). Laboratory studies of a lymphocytic choriomeningitis virus outbreak in man and laboratory animals. American Journal of Epidemiology, 102(3), 233-240.
    
    
19. Gregg, M. B. (1975). Recent outbreaks of lymphocytic choriomeningitis in the United States of America. Bulletin of the World Health Organization, 52(4-5 6), 549-553.
    
    
20. Paddock, C., Ksiazek, T., Comer, J. A., Rollin, P. N., S., & Shieh, W. J. (2005). Pathology of fatal lymphocytic choriomeningitis virus infection in multiple organ transplant recipients from a common donor. Modern Pathology: An Official Journal of the United States and Canadian Academy of Pathology, Inc, 18, 263A-264A.
    
    
21. Greenhow, T. L., & Weintrub, P. S. (2003). Neonate with hydrocephalus. Pediatric Infectious Disease Journal, 22(12), 1099+1111-1112.
    
    
22. Collins, C. H., & Kennedy, D. A. (1999). laboratory acquired infections. Laboratory-Acquired Infections: History, Incidence, Causes and Prevention. . . (4th Edn ed., pp. 1-37 27) Buttersworth, London, UK.
    
    
23. Dykewicz, C. A., Dato, V. M., Fisher-Hoch, S. P., Howarth, M. V., Perez-Oronoz, G. I., Ostroff, S. M., Gary Jr., H., Schonberger, L. B., & McCormick, J. B. (1992). Lymphocytic choriomeningitis outbreak associated with nude mice in a research institute. Journal of the American Medical Association, 267(10), 1349-1353.
    
    
24. Human Pathogens and Toxins Act. S.C. 2009, c. 24. Government of Canada, Second Session, Fortieth Parliament, 57-58 Elizabeth II, 2009, (2009).
    
    
25. Public Health Agency of Canada. (2004). In Best M., Graham M. L., Leitner R., Ouellette M. and Ugwu K. (Eds.), Laboratory Biosafety Guidelines (3rd ed.). Canada: Public Health Agency of Canada.