Fiche Technique Santé-Sécurité : Agents Pathogènes – Virus Junin

FICHE TECHNIQUE SANTÉ-SÉCURITÉ: AGENTS PATHOGÈNES

SECTION I – AGENT INFECTIEUX

NOM: Virus Junin.

SYNONYME OU RENVOI: VJUN, VJ, JUN, fièvre hémorragique argentine et FHA(1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15).

CARACTÉRISTIQUES: Le virus Junin fait partie de la famille des Arénaviridés, genre Arenavirus, et des virus du complexe Tacaribé (arénavirus du Nouveau Monde)(1). Comme tous les autres arénavirus, il est composé d'un virion enveloppé, rond, ovale ou pléomorphique d'environ 110 à 300 nm de diamètre (moyenne de 120 nm) et d'un génome d'ARN monocaténaire à double segment(1,3,9,13). Le virion intérieur contient des granules d'apparence sablonneuse, caractéristiques de la famille des Arénaviridés, tandis que la surface est couverte de projections en forme de bâton de golf creux(1,3).

SECTION II – DÉTERMINATION DU RISQUE

PATHOGÉNICITÉ ET TOXICITÉ: La plupart des infections au virus Junin (80 %) entraînent une maladie clinique(4). La fièvre hémorragique argentine (FHA) causée par le virus Junin compte trois stades: le stade prodromique, le stade neurologico-hémorragique et la convalescence(4).

Stade prodromique: Dure généralement une semaine à partir de l'apparition des symptômes(4). L'apparition des symptômes est insidieuse: frissons, malaises, anorexie, maux de tête, douleurs musculaires (particulièrement dans le bas du dos) et hyperthermie modérée (38 à 39 °C)(3,4,9). Les autres symptômes courants sont les suivants: douleurs rétro-orbitales, nausées ou vomissements, douleurs épigastriques, photophobie, étourdissements, constipation ou diarrhée légère(4). L'examen physique révèle souvent la présence de rougeurs au visage, dans le cou et sur le haut de la poitrine, d'hyperémie conjonctivale et d'œdèmes périorbitaires(4,9,10). Les gencives peuvent sembler congestionnées et saigner spontanément ou sous une pression légère(4). À la fin de ce stade, le patient peut être irritable, léthargique et présenter un tremblement léger au niveau des mains et de la langue(4,9,10). Chez les femmes, des saignements utérins non menstruels sont courants(1).

Stade neurologico-hémorragique: Entre 20 et 30 % des cas de FHA ont des symptômes neurologiques et/ou hémorragiques, généralement de 8 à 12 jours après l'apparition des symptômes(3,4). Les patients présentent alors des manifestations hémorragiques ou neurologiques sévères, un choc et une infection bactérienne superposée(4). Les signes d'hémorragie sont: vomissements de sang, selles noires, présence de sang dans les poumons, épistaxis, hématomes, saignements utérins non menstruels et présence de sang dans l'urine(4,8). Les manifestations neurologiques commencent par une confusion mentale, une ataxie marquée, une irritabilité accrue et des tremblements, suivis de délire, de convulsions généralisées et de coma(4). Les infections bactériennes superposées, soit la pneumonie et la septicémie, peuvent provoquer des complications à ce stade(4).

Convalescence: Les personnes qui se rétablissent passent par une convalescence prolongée, qui dure de un à trois mois. Les patients se sentent faibles et irritables et subissent des pertes de mémoire et de cheveux, mais sans souffrir, de façon générale, de séquelles permanentes(3,4,9,13).

En l'absence de traitement, le taux de létalité de la FHA est de 10 à 30 %, mais il tombe à 1 % lorsque la maladie est traitée à l'aide de sérum provenant de patients ayant survécu à la maladie (plasma ou sérum de convalescent)(3,5,9,10,11,13); toutefois, chez 10 % des patients qui reçoivent du sérum de convalescent, on observe un syndrome neurologique transitoire, caractérisé par des maux de tête et des tremblements(3,13).

ÉPIDÉMIOLOGIE: Le virus Junin est présent à l'état endémique dans la plaine agricole fertile du centre de l'Argentine, connue sous le nom de « pampa humide »(12). On pense que la FHA est apparue dans les années 1950 en raison des transformations de l'habitat dues aux pratiques agricoles(4). Plus de 5 millions de personnes habitent la région où la maladie sévit à l'état endémique, soit sur 150 000 km2 , qui s'étend jusqu'au nord de la province de Buenos Aires, jusqu'au sud-est de la province de Cordoba, jusqu'au sud de la province de Santa Fe et jusqu'au nord-est de la province de La Pampa(1,6,10). Depuis la découverte de la FHA, on a observé des épidémies annuelles sans interruption, qui se soldent par 300 à 1 000 cas par année(4,12). La plupart des cas d'infection humaine surviennent entre avril et juillet, soit lors de l'accroissement des activités agricoles, qui favorisent les contacts humains avec les rongeurs réservoirs du virus Junin. Le nombre de cas culmine alors dans la population(1,14), et 75 % des humains atteints sont des hommes chargés du travail agricole et de la récolte céréalière(3,14,16).

GAMME D'HÔTES: Les rongeurs sont les hôtes naturels du virus Junin, principalement Calomys musculinus (souris vespérale des terres arides) et Calomys laucha (petite souris vespérale), mais les antigènes du virus Junin ont aussi été retrouvés chez Akodon azarae (souris des prés), Bolomys obscurus (souris foncée de bolo), Mus musculus (souris commune) et Oligoryzomys flavescens (oryzomys nain jaune)(1,4,8,9,10,12,13,14). Les humains sont des hôtes accidentels, tandis que les souris, les rats, les cobayes et les primates non humains élevés en laboratoire sont des hôtes expérimentaux(1,2,3,4,5,6,7,9,10,11,12,13,14).

DOSE INFECTIEUSE: Inconnue.

MODE DE TRANSMISSION: On croit que l'exposition humaine au virus Junin survient principalement par l'inhalation d'aérosols de liquides organiques (sang, salive) ou d'excréments (urine, fèces) de rongeurs infectés, généralement durant le travail agricole(1,3,4,11,13). La transmission peut aussi survenir lors d'un contact entre des lésions cutanées et des sécrétions et/ou des excréments de rongeurs infectés(10).

PÉRIODE D'INCUBATION: Généralement de 6 à 14 jours, mais dans les cas extrêmes, elle peut être de 5 à 21 jours(3,4,10,13).

TRANSMISSIBILITÉ: La transmission interhumaine est rare; toutefois, des éclosions nosocomiales peuvent être provoquées par la propagation du virus par des patients extrêmement virémiques(3,10).

SECTION III - DISSÉMINATION

RÉSERVOIR: Les principaux réservoirs du virus Junin sont Calomys musculinus et Calomys laucha(1,3,4,8,9,10,12,13,14).

ZOONOSE: Oui, les rongeurs infectés propagent le virus aux humains par l'entremise de leurs sécrétions et de leurs excréments(3,4,10,11,13).

VECTEURS: Aucun, bien qu'on ait avancé, sans parvenir à le prouver, que les mites pouvaient agir à titre de vecteur arthropode du virus Junin(1,13).

SECTION IV - VIABILITÉ ET STABILITÉ

SENSIBILITÉ AUX MÉDICAMENTS: Sensible à la ribavirine, à la trifluopérazine et à la chlorpromazine in vitro(2,5). Le virus Junin est aussi sensible in vitro à un composé antirétroviral à structure en doigt de zinc (NSC20625)(6).

SENSIBILITÉ AUX DÉSINFECTANTS: Comme tous les virus dotés d'une enveloppe lipidique, le virus Junin est facilement inactivé par des fixatifs courants (glutaraldéhyde, formaldéhyde, paraformaldéhyde, etc.), des désinfectants à base de chlore (hypochlorite de sodium à 1 %) ainsi que par l'alcool à 70 %, le peroxyde d'hydrogène, l'acide peracétique, les composés d'ammonium quaternaire et les composés iodophores(10,17).

INACTIVATION PHYSIQUE: Inactivé par la chaleur (56 °C durant au moins 30 minutes), un pH inférieur à 5,5 ou supérieur à 8,5, l'irradiation gamma et le rayonnement UV(3,10).

SURVIE À L'EXTÉRIEUR DE L'HÔTE: Inconnue.

SECTION V - PREMIERS SOINS ET ASPECTS MÉDICAUX

SURVEILLANCE: Surveiller la présence de symptômes. On peut effectuer un isolement viral à partir de sang et de sécrétions des muqueuses (avec propagation dans une culture cellulaire) dès le stade prodromique de la maladie; toutefois, la méthode RT-PCR, qui est plus sensible en présence d'une virémie faible comme celle du début de la maladie, permet d'intervenir plus rapidement en cas d'infection(3,9,10). D'autres techniques, p. ex. la recherche des IgM et des IgG par ELISA, la détection d'antigènes par ELISA et les tests de neutralisation, sont aussi fréquemment utilisées pour détecter le virus Junin(3,9,11,14,15).

Remarque: Les méthodes de diagnostic ne sont pas nécessairement toutes disponibles dans tous les pays.

PREMIERS SOINS ET TRAITEMENT: Un traitement de soutien est important dans la prise en charge de patients atteints de la FHA(4,9,12). Un traitement sédatif et analgésique léger à l'aide de doses modérées d'opiacés et une attention particulière au maintien de l'hydratation sont recommandés(9). L'administration d'un sérum de convalescent est le meilleur traitement possible, et il s'avère extrêmement efficace(4,13). Un traitement antiviral par la ribavirine peut se révéler efficace s'il est administré au début de la maladie(4,5).

IMMUNISATION: Un vaccin vivant atténué (Candid no 1) s'est avéré sécuritaire et très efficace lors des tests effectués dans les régions où la FHA est endémique(16).

PROPHYLAXIE: L'administration d'un sérum de convalescent est recommandée après l'exposition au virus Junin en laboratoire ou auprès de patients en traitement(10). Les personnes à risque devraient aussi recevoir de la ribavirine sous forme orale(3).

SECTION VI - DANGERS POUR LE PERSONNEL DE LABORATOIRE

INFECTIONS CONTRACTÉES AU LABORATOIRE: Vingt et un cas d'infection au virus Junin en laboratoire (et un décès) ont été rapportés jusqu'en 1980(18).

SOURCES ET ÉCHANTILLONS: Sang, urine, salive, fèces, sécrétions nasopharyngiennes et tissus infectés provenant d'animaux et d'humains(1,3,4,10,13).

DANGERS PRIMAIRES: Inoculation parentérale accidentelle, inhalation de matières contenant le virus provenant de rongeurs et de patients infectés ou exposition au virus lors d'une autopsie(3,4,9,10).

DANGERS PARTICULIERS: La centrifugation d'échantillons contenant le virus est considérée comme étant la plus dangereuse manipulation du virus Junin effectuée en laboratoire(10). Des précautions additionnelles doivent être prises lors de tâches mettant en jeu des animaux ou lors d'activités à grande échelle(10).

SECTION VII - CONTRÔLE DE L'EXPOSITION ET PROTECTION PERSONNELLE

CLASSIFICATION PAR GROUPE DE RISQUE: Groupe de risque 4(19).

EXIGENCES DE CONFINEMENT: Installations, équipement et pratiques opérationnelles de niveau de confinement 4 pour le travail avec des matières, cultures ou animaux infectieux ou potentiellement infectieux.

VÊTEMENTS DE PROTECTION: Avant d'entrer dans le laboratoire, le personnel doit enlever sa tenue de ville, de même que ses sous-vêtements et bijoux, pour ensuite mettre des vêtements et des chaussures réservés aux travaux en laboratoire, ou mettre un vêtement protecteur complet (c'est-à-dire qui couvre entièrement la tenue de ville). Une protection supplémentaire doit être portée par-dessus les vêtements de laboratoire lors de la manipulation directe de substances infectieuses, comme une blouse ne s'ouvrant pas à l'avant avec poignets serrés, des gants et une protection respiratoire. Une protection des yeux doit être utilisée lorsqu'il y a un risque connu ou potentiel d'éclaboussure(20).

AUTRES PRÉCAUTIONS: Toutes les activités avec des matières infectieuses doivent s'effectuer dans une enceinte de sécurité biologique (ESB), avec une combinaison à pression positive, ou dans une ESB de classe III. La centrifugation des matières infectées doit s'effectuer dans des enceintes scellées placées dans des réservoirs hermétiques ou des rotors qui sont remplis et vidés dans une ESB. L'intégrité des combinaisons à pression positive doit être régulièrement examinée pour en déceler les fuites. L'utilisation d'aiguilles, de seringues et d'autres objets tranchants devrait être strictement restreinte. Les plaies ouvertes, les coupures et les éraflures doivent être couvertes avec des pansements imperméables. Des précautions supplémentaires doivent être envisagées pour les activités avec des animaux ou à grande échelle(20).

SECTION VIII - MANUTENTION ET ENTREPOSAGE

DÉVERSEMENTS: Laisser les aérosols se poser et, tout en portant des vêtements de protection, couvrir délicatement le déversement avec des essuie-tout et appliquer un désinfectant approprié, en commençant par le périmètre et en se rapprochant du centre. Laisser agir suffisamment longtemps avant de nettoyer (30 minutes)(20,21).

ÉLIMINATION: Décontaminer les déchets par stérilisation à la vapeur, incinération ou désinfection chimique(20).

ENTREPOSAGE: Dans des contenants étanches et scellés, étiquetés de façon appropriée et placés en lieu sûr(20).

SECTION IX – RENSEIGNEMENTS SUR LA RÉGLEMENTATION ET AUTRES

INFORMATION SUR LA RÉGLEMENTATION: L'importation, le transport et l'utilisation de pathogènes au Canada sont régis par de nombreux organismes de réglementation, dont l'Agence de la santé publique du Canada, Santé Canada, l'Agence canadienne d'inspection des aliments, Environnement Canada et Transports Canada. Il incombe aux utilisateurs de veiller à respecter tous les règlements et toutes les lois, directives et normes applicables.

DERNIÈRE MISE À JOUR: Août 2010

PRÉPARÉE PAR: Direction de la règlementation des agents pathogènes, agence de la santé publique du Canada.

Bien que les renseignements, opinions et recommandations présentés dans cette Fiche de renseignements proviennent de sources que nous jugeons fiables, nous ne nous rendons pas responsables de leur justesse, de leur caractère exhaustif ou de leur fiabilité, ni des pertes ou blessures pouvant résulter de l'utilisation de ces renseignements. Comme on découvre fréquemment de nouveaux dangers, il est possible que ces renseignements ne soient pas tout à fait à jour.

Tous droits réservés
© Agence de la santé publique du Canada, 2010
Canada

RÉFÉRENCES

  1. Acha, P. N., & Szyfres, B. (2003). Chlamydioses, Rickettsioses, and Viruses. Zoonoses and communicable diseases common to man and animals (3rd ed., pp. 205-208). Washington, D.C.: Pan American Health Organization.
     
  2. Candurra, N. A., Maskin, L., & Damonte, E. B. (1996). Inhibition of arenavirus multiplication in vitro by phenothiazines. Antiviral Research, 31 (3), 149-158.
     
  3. Charrel, R. N., & De Lamballerie, X. (2003). Arenaviruses other than Lassa virus. Antiviral Research, 57 (1-2), 89-100.
     
  4. Enria, D. A., Briggiler, A. M., & Sánchez, Z. (2008). Treatment of Argentine hemorrhagic fever. Antiviral Research, 78 (1), 132-139.
     
  5. Enria, D. A., & Maiztegui, J. I. (1994). Antiviral treatment of Argentine hemorrhagic fever. Antiviral Research, 23 (1), 23-31.
     
  6. García, C. C., Candurra, N. A., & Damonte, E. B. (2000). Antiviral and virucidal activities against arenaviruses of zinc-finger active compounds. Antiviral Chemistry and Chemotherapy, 11 (3), 231-237.
     
  7. García, J. B., Morzunov, S. P., Levis, S., Rowe, J., Calderón, G., Enría, D., Sabattini, M., Buchmeier, M. J., Bowen, M. D., & St. Jeor, S. C. (2000). Genetic diversity of the Junin virus in Argentina: Geographic and temporal patterns. Virology, 272 (1), 127-136.
     
  8. Harrison, L. H., Halsey, N. A., McKee Jr., K. T., Peters, C. J., Barrera Oro, J. G., Briggiler, A. M., Feuillade, M. R., & Maiztegui, J. I. (1999). Clinical case definitions for Argentine hemorrhagic fever. Clinical Infectious Diseases, 28 (5), 1091-1094.
     
  9. Knipe, D. M., & Howley, P. M. (Eds.). (2001). Fields Virology (4th ed.). Philidelphia: Lippincot Williams & Wilkins.
     
  10. Krauss, H., Weber, A., Appel, M., Enders, B., Isenberg, H. D., Schiefer, H. G., Slenczka, W., von Graevenitz, A., & Zahner, H. (2003). Zoonosis – Infectious Diseases Transmissible from Animals to Humans (3rd ed.) American Society for Microbiology.
     
  11. Lozano, M. E., Enria, D., Maiztegui, J. I., Grau, O., & Romanowski, V. (1995). Rapid diagnosis of argentine hemorrhagic fever by reverse transcriptase PCR-based assay. Journal of Clinical Microbiology, 33 (5), 1327-1332.
     
  12. Maiztegui, J. I. (1975). Clinical and epidemiological patterns of Argentine haemorrhagic fever. Bulletin of the World Health Organization, 52 (4-5 6), 567-575.
     
  13. Maiztegui, J. I., Fernandez, N. J., & De Damilano, A. J. (1979). Efficacy of immune plasma in treatment of Argentine haemorrhagic fever and association between treatment and a late neurological syndrome. Lancet, 2 (8154), 1216-1217.
     
  14. Mills, J. N., Ellis, B. A., McKee Jr., K. T., Calderon, G. E., Maiztegui, J. I., Nelson, G. O., Ksiazek, T. G., Peters, C. J., & Childs, J. E. (1992). A longitudinal study of Junin virus activity in the rodent reservoir of Argentine hemorrhagic fever. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 47 (6), 749-763.
     
  15. Riera, L. M., Feuillade, M. R., Saavedra, M. C., & Ambrosio, A. M. (1997). Evaluation of an enzyme immunosorbent assay for the diagnosis of Argentine haemorragic fever. Acta Virologica, 41 (6), 305-310.
     
  16. Maiztegui, J. I., McKee Jr., K. T., Oro, J. G. B., Harrison, L. H., Gib, P. H., Feuillade, M. R., Enria, D. A., Briggile, A. M., Levis, S. C., Ambrosio, A. M., Halsey, N. A., & Peters, C. J. (1998). Protective efficacy of a live attenuated vaccine against argentine hemorrhagic fever. Journal of Infectious Diseases, 177 (2), 277-283.
     
  17. Collins, C.H., and Kennedy, D.A. (1999). Decontamination. . Laboratory-Acquired Infections: History, Incidence, Causes and Prevention. (4th ed., pp. 160-186, 170-176). London, UK.: Buttersworth.
     
  18. Scherer, W. F., Eddy, G. A., & Monath, T. P. (1980). Laboratory safety for arboviruses and certain other viruses of vertebrates. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 29 (6), 1359-1381.
     
  19. Human pathogens and toxins act. S.C. 2009, c. 24, Second Session, Fortieth Parliament, 57- 58 Elizabeth II, 2009. (2009).
     
  20. Public Health Agency of Canada. (2004). In Best M., Graham M. L., Leitner R., Ouellette M. and Ugwu K. (Eds.), Laboratory Biosafety Guidelines (3rd ed.). Canada: Public Health Agency of Canada.
     
  21. Burnett, L. A. C., Lunn, G., & Coico, R. (2009). Biosafety: Guidelines for working with pathogenic and infectious microorganisms. Current Protocols in Microbiology, (SUPPL. 13), 1A.1.1-1A.1.14.
     

Détails de la page

Date de modification :